Tubos de análisis de sangre: colores y orden de extracción

Le ponen el compresor y sobre la mesa aparecen cuatro o cinco tubos de colores distintos: morado, azul, amarillo, gris. La reacción suele ser la misma: «¿tanta sangre me van a sacar?». El color del tapón no identifica una prueba, sino un aditivo —lo que ese tubo le hace a su sangre en cuanto entra—, y el volumen real, sumado, es mucho menor de lo que parece. Esta guía explica el código de colores, qué hace cada aditivo, cuánta sangre sale en total y el orden de extracción, incluido un detalle que casi nadie publica: los protocolos españoles no coinciden entre sí.

En resumen

• El color del tapón indica el aditivo, no el análisis: un mismo tubo amarillo sirve para el perfil lipídico, la TSH y las serologías.¹
• Un catálogo hospitalario español real: morado 3 mL, amarillo 8,5 mL, azul 2,7 mL, gris 3 mL. Una analítica completa de cuatro tubos son unos 17 mL, menos del 4 % de una bolsa de donación de 450 mL.¹²
• El orden de extracción existe para evitar que el aditivo de un tubo contamine el siguiente; el arrastre de EDTA está medido, no es teórico.³⁴
• ⚠️ España no sigue una única secuencia: el manual del Servicio Andaluz de Salud empieza por el suero, mientras que un hospital del mismo servicio publica el orden CLSI, que empieza por el citrato.⁵¹⁶
• El tubo azul de citrato debe llenarse hasta la raya: la proporción sangre/anticoagulante es fija, y el llenado insuficiente es una de las causas de rechazo más frecuentes en coagulación.¹
• La hemólisis es la primera causa de rechazo de una muestra de suero en España: 36,2 % de los rechazos en el programa nacional de calidad preanalítica.⁷

Por qué le sacan varios tubos de colores

La sangre no es un líquido único que se reparta en cualquier frasco. Según lo que haya que medir, debe llegar al laboratorio en un estado concreto, decidido en el pinchazo:

• El hemograma cuenta hematíes, leucocitos y plaquetas de una en una: necesita sangre que no coagule y con las células intactas.
• La mayoría de la bioquímica se hace sobre suero, el líquido que queda después de que la sangre coagule y se centrifugue: aquí el tubo hace lo contrario, acelera la coagulación.
• Otras se hacen sobre plasma, parecido al suero pero obtenido sin coagulación; y algunas exigen que el tubo detenga una reacción química que seguiría dentro del propio tubo, como ocurre con la glucosa.

Estos requisitos son incompatibles entre sí: el anticoagulante perfecto para un hemograma arruinaría un estudio de coagulación. De ahí que haya varios tubos —no porque se necesite mucha sangre, sino sangre tratada de varias maneras a la vez. La Sociedad Española de Medicina de Laboratorio (SEMEDLAB) resume por qué importa este momento: la fase preanalítica «concentra una gran parte de los errores que pueden afectar a la calidad de los resultados».⁸

Qué hace cada aditivo a su sangre

Entender la química vuelve transparente el código de colores.

• EDTA (tapón morado). Quelante del calcio: lo secuestra. Sin calcio la coagulación no avanza, así que la sangre queda líquida y las células conservan su forma, que es lo que necesita un contador automático. Sirve además para la hemoglobina glicosilada, el test de Coombs y el grupo sanguíneo.¹
• Citrato sódico (tapón azul). También bloquea el calcio, pero de forma reversible y en proporción exacta. Ahí está la clave: el laboratorio devuelve el calcio en condiciones controladas y cronometra cuánto tarda en coagular. Es el fundamento del tiempo de protrombina, del TTPA, del fibrinógeno y del dímero D.
• Activador de la coagulación con gel separador (tapón amarillo). Objetivo inverso: provocar el coágulo cuanto antes. Tras centrifugar, el gel separa físicamente el suero de las células, y ese suero sirve para casi toda la bioquímica, la inmunología y la serología.¹
• Heparina de litio (tapón verde claro). Inhibe la trombina y da plasma enseguida: es el tubo de la bioquímica urgente.¹
• Fluoruro sódico (tapón gris). Frena la glucólisis, la vía por la que las células siguen consumiendo glucosa dentro del tubo. Sin ese freno la glucemia saldría falsamente baja.

El código de colores de los tubos

Volúmenes y usos proceden del catálogo real del Hospital Universitario Virgen de las Nieves de Granada (Servicio Andaluz de Salud).¹ El tono exacto y algunas correspondencias cambian según el fabricante: la referencia válida es lo impreso en la etiqueta.

Un detalle contraintuitivo: el tubo amarillo es el más grande, 8,5 mL, y el que rinde más pruebas, porque un mismo suero se reparte entre decenas de determinaciones.

Cuánta sangre le sacan en realidad

Casi nadie responde con números. Sume los tubos de una analítica completa: amarillo (8,5 mL) + morado (3 mL) + azul (2,7 mL) + gris (3 mL) = 17,2 mL.¹

El Real Decreto 1088/2005 fija la unidad de sangre donada en 450 mL ± 50 mL.² Los cuatro tubos son menos del 4 % de una bolsa de donación, y una analítica de rutina de dos tubos se queda en unos 11,5 mL. Si alguna vez ha donado sangre, le sacaron unas veintiséis veces más, y salió andando. La sensación de «me han sacado mucha sangre» viene del número de tubos, no del volumen.

El orden de extracción: lo que dice el CLSI y lo que hacen los hospitales españoles

Cuando se llenan varios tubos con una sola punción, se llenan en una secuencia establecida. El motivo es el arrastre: al pasar de un tubo al siguiente, una traza del aditivo anterior acompaña a la sangre. No es teórico. Un estudio controlado demostró que el arrastre de EDTA a un tubo de suero baja falsamente el calcio —lo secuestra— y sube falsamente el potasio, porque la sal de EDTA es potásica: una «hiperpotasemia» alarmante y del todo artificial.³ Otro trabajo del mismo grupo midió el arrastre de heparina y citrato, con efectos análogos.⁴

La referencia internacional es el documento GP41 del CLSI, que fija esta secuencia:⁶

1. frasco o tubo de hemocultivo (estéril);
2. tubo de citrato (azul);
3. tubos de suero, con activador y gel (amarillo, rojo);
4. tubo de heparina (verde);
5. tubo de EDTA (morado);
6. tubo de fluoruro/oxalato (gris).

Y aquí viene el hallazgo. El Manual de Obtención y Manejo de Muestras del Servicio Andaluz de Salud publica un orden distinto: «1º Tubo para análisis de suero: sin anticoagulante. 2º Tubo para pruebas de coagulación: anticoagulante citrato. 3º Tubos restantes con anticoagulantes».⁵ Es decir, el suero antes que el citrato, al revés que el CLSI. En cambio el Hospital Universitario Virgen de las Nieves —del mismo servicio, edición de 2023— publica la secuencia CLSI íntegra.¹ Y el Hospital Universitario Virgen Macarena de Sevilla añade una tercera respuesta: sigue el orden internacional, pero advierte en mayúsculas que si se extrae con palomilla el orden debe alterarse, empezando por el suero amarillo y llenando el citrato después.⁹

Tres documentos del mismo servicio de salud, tres respuestas. El banco de preguntas Preevid del Servicio Murciano de Salud da una cuarta: sin hemocultivos, bioquímica → citrato → hemograma con EDTA.¹⁰ La conclusión práctica para el profesional es incómoda pero clara: siga el protocolo escrito de su centro.

¿Importa de verdad? La EFLM europea —con participación española en el grupo redactor— revisó la evidencia, concluyó que la contaminación sí ocurre con frecuencia significativa cuando la venopunción no es ideal, y mantuvo la recomendación.¹¹ Una revisión sistemática la matiza: con sistema cerrado de vacío el efecto del orden es pequeño; con sistema abierto (aguja y jeringa) sigue siendo relevante.¹² Como el sistema abierto se sigue usando en situaciones difíciles, la recomendación se mantiene por prudencia; la recomendación conjunta EFLM-COLABIOCLI de 2018, referencia europea actual, advierte además que aplica al sistema cerrado.¹³

El tubo azul debe llenarse hasta la raya

El de citrato es el único tubo con una proporción fija entre sangre y anticoagulante. Si se llena de menos, sobra citrato, se secuestra más calcio y los tiempos salen alargados sin que usted tenga ningún problema de coagulación. El hospital lo cataloga entre sus causas de rechazo: el llenado insuficiente «es una de las causas de rechazo más frecuentes de la petición de estudio de coagulación».¹ En el programa nacional de calidad preanalítica, el plasma citratado para VSG fue el tipo de muestra con más rechazos (0,980 %), frente al mínimo de la sangre total con EDTA (0,296 %).⁷

El segundo gesto invisible es la mezcla: recién llenado, el tubo se invierte suavemente varias veces. Sin ella, un tubo con anticoagulante puede coagular igualmente, y entonces se rechaza.¹

La hemólisis, primera causa de rechazo en España

Hemólisis significa que los hematíes se han roto dentro del tubo y han vertido su contenido al suero. Muchas determinaciones dejan de ser válidas —el potasio sube porque procede del interior del hematíe, y la LDH y la haptoglobina también se alteran—, así que el laboratorio prefiere repetir a informar un valor falso.

Y es frecuente. El programa español de garantía externa de la calidad preanalítica, vigente desde 2001 y promovido por la sociedad científica de medicina de laboratorio (entonces SEQC, hoy SEMEDLAB), analizó doce años de datos: en el periodo más reciente la hemólisis fue la primera causa de rechazo del suero, con el 36,2 %, por delante de las muestras no recibidas (34,5 %) y las coaguladas (11,1 %).⁷

Las causas son en su mayoría técnicas. El protocolo del Virgen Macarena las enumera: usar jeringa y aguja en lugar de sistema de vacío, agitar los tubos con brusquedad, y dejar puesto el compresor —nunca más de dos minutos, porque altera el equilibrio entre líquido y elementos formes y favorece la hemólisis.⁹ Si le han llamado para repetir, esta es la explicación más probable, y no dice nada sobre su salud.

El tubo gris y la glucosa: lo que el fluoruro no hace

Aquí conviene ser preciso, porque la versión simplificada engaña. El fluoruro sódico sí inhibe la glucólisis, pero actúa sobre un paso tardío de la vía y tarda en hacerlo. Un estudio multicéntrico lo comprobó: con tubos de fluoruro convencionales la glucosa siguió bajando de forma significativa a 1, 2 y 4 horas a temperatura ambiente, y los autores concluyen que el NaF por sí solo «no permite una inhibición inmediata de la glucólisis». Los tubos que añaden un tampón de citrato, que acidifica la muestra, sí mantuvieron la glucosa estable hasta 4 horas.¹⁴

La consecuencia práctica es concreta: lo que más protege su glucemia no es el color del tapón, sino el tiempo entre el pinchazo y el procesamiento — una de las razones por las que los laboratorios concentran las extracciones a primera hora.

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Preguntas frecuentes

¿Qué tubo se usa para un hemograma? El de tapón morado, con EDTA tripotásico, de 3 mL en el catálogo del hospital consultado. El EDTA impide la coagulación secuestrando el calcio y conserva las células intactas para que el contador automático las mida.¹

¿Cuál es el orden de extracción de los tubos? El orden internacional del CLSI es: hemocultivo, citrato (azul), suero (amarillo/rojo), heparina (verde), EDTA (morado) y fluoruro (gris).⁶ Pero no todos los protocolos españoles coinciden: el manual del Servicio Andaluz de Salud pone el suero primero y el citrato segundo.⁵ Siga el procedimiento escrito de su centro.

¿Por qué me sacan cuatro tubos si solo me han pedido un análisis? Porque el número de tubos depende de los aditivos que exigen sus pruebas, no del número de pruebas: un mismo tubo amarillo puede cubrir el perfil lipídico, la TSH, el hígado y el riñón a la vez.¹

¿Cuánta sangre me sacan en total? Unos 17 mL en una analítica de cuatro tubos y unos 11,5 mL en una de dos: menos del 4 % de una bolsa de donación, que son 450 mL.¹²

¿Por qué me han llamado para repetir la extracción? Lo más probable es que la muestra estuviera hemolizada, coagulada o insuficiente: la hemólisis supone el 36,2 % de los rechazos de suero en el programa nacional español de calidad preanalítica.⁷ Es un problema técnico, no un hallazgo sobre su salud.

¿Importa realmente equivocarse de orden? Sí, y está medido: el arrastre de EDTA baja falsamente el calcio y sube el potasio.³ Con sistema cerrado el efecto es pequeño; con sistema abierto sigue siendo relevante, y por eso se mantiene la recomendación.¹²¹¹

¿Los colores son iguales en todos los laboratorios? En lo esencial sí —morado para EDTA, azul para citrato, gris para fluoruro—, pero el tono y algunas correspondencias varían según el fabricante. Determinaciones como el cobre y otros elementos traza exigen tubos específicos sin contaminación metálica. La etiqueta manda sobre el color.

Para recordar

El color del tapón no es decoración: señala el aditivo que decide en qué estado llega su sangre al laboratorio —morado (EDTA) para el hemograma, azul (citrato) para la coagulación, amarillo (gel) para el suero de casi toda la bioquímica, gris (fluoruro) para la glucosa. El volumen total es pequeño: unos 17 mL en una analítica completa. El orden de extracción evita el arrastre de aditivos, está respaldado por estudios controlados y en España no es idéntico en todos los protocolos. Y si le piden repetir, casi siempre es hemólisis o un tubo mal llenado: un problema de la muestra, no suyo.

Fuentes

Protocolos de fase preanalítica de servicios de salud públicos españoles, texto legal y literatura científica indexada en PubMed:

Footnotes

1. Hospital Universitario Virgen de las Nieves (Granada), Unidad de Gestión Clínica de Laboratorios, Servicio Andaluz de Salud — PG de la Fase Preanalítica. Recogida e Identificación de Muestras, edición 01, 2023. Orden de llenado (hemocultivo, citrato, suero, heparina de litio, EDTA3K, fluoruro/oxalato), tabla de tapones con aditivo, volumen y uso (citrato 2,7 mL; gel + activador 8,5 mL; heparina de litio 3 mL; EDTA3K 3 mL; EDTA-aprotinina 5 mL; EDTA/NaF 3 mL; heparina de sodio 4 mL; gasometría 1,6 mL), y criterios de rechazo 5.5 y 5.6 (muestra insuficiente y muestra coagulada). huvn.es (PDF) ↩ ↩² ↩³ ↩⁴ ↩⁵ ↩⁶ ↩⁷ ↩⁸ ↩⁹ ↩¹⁰ ↩¹¹ ↩¹² ↩¹³ ↩¹⁴ ↩¹⁵

2. Real Decreto 1088/2005, de 16 de septiembre, por el que se establecen los requisitos técnicos y condiciones mínimas de la hemodonación y de los centros y servicios de transfusión. BOE núm. 225, de 20 de septiembre de 2005, texto consolidado. Anexo V: unidad de sangre total de 450 mL ± 50 mL. boe.es (PDF consolidado) ↩ ↩² ↩³

3. Cadamuro J, Felder TK, Oberkofler H, Mrazek C, Wiedemann H, Haschke-Becher E. Relevance of EDTA carryover during blood collection. Clin Chem Lab Med, 2015;53(8):1271-1278. PubMed · DOI ↩ ↩² ↩³

4. Keppel MH, Auer S, Lippi G, von Meyer A, Cornes M, Felder TK, Haschke-Becher E, Oberkofler H, Cadamuro J. Heparin and citrate additive carryover during blood collection. Clin Chem Lab Med, 2019;57(12):1888-1896. PubMed · DOI ↩ ↩²

5. Servicio Andaluz de Salud, Consejería de Salud — Manual de Obtención y Manejo de Muestras para el Laboratorio Clínico. Apartado «Orden de Extracción de los tubos»: «1º.- Tubo para análisis de suero: sin anticoagulante; 2º.- Tubo para pruebas de coagulación: anticoagulante citrato; 3º.- Tubos restantes con anticoagulantes: EDTA, Heparina de litio, jeringas de gasometría, tubo de velocidad de sedimentación», y tubo de descarte de unos 5 mL si el citrato es el único o el primero. sspa.juntadeandalucia.es (PDF) ↩ ↩² ↩³

6. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) — Order of Blood Draw: Tubes and Additives, secuencia asociada al estándar GP41, Collection of Diagnostic Venous Blood Specimens: hemocultivo, citrato sódico, tubos de suero (con activador y gel), heparina, EDTA, fluoruro sódico/oxalato potásico. Referencia internacional, citada aquí como tal. clsi.org ↩ ↩² ↩³

7. Llopis MA, Bauçà JM, Barba N, Álvarez V, Ventura M, Ibarz M, Gómez-Rioja R, Marzana I, Puente JJ, Segovia M, Martinez D, Alsina MJ. Spanish Preanalytical Quality Monitoring Program (SEQC), an overview of 12 years' experience. Clin Chem Lab Med, 2017;55(4):530-538. Programa nacional español de garantía externa de la calidad preanalítica, en vigor desde 2001: hemólisis 36,2 % de los rechazos de suero, muestras no recibidas 34,5 %, coaguladas 11,1 %; rechazo máximo en plasma-citrato-VSG (0,980 %) y mínimo en sangre total con EDTA (0,296 %). PubMed · DOI ↩ ↩² ↩³ ↩⁴

8. SEMEDLAB — Sociedad Española de Medicina de Laboratorio (resultado de la fusión, el 1 de enero de 2025, de SEQC-ML, AEBM-ML y AEFA), portal divulgativo Lab Tests Online-ES: Obtención de muestras para pruebas de laboratorio y ficha formativa Fases pre-analíticas en el Laboratorio Clínico («la fase preanalítica […] concentra una gran parte de los errores que pueden afectar a la calidad de los resultados de laboratorio»). labtestsonline.es ↩

9. Hospital Universitario Virgen Macarena (Sevilla), Unidad de Bioquímica Clínica y Unidad de Hematología y Hemoterapia — PGS 28. Procedimiento de Extracción y Toma de Muestras (Manual de Toma de Muestras), versión 7, 2022. Recomendación de sistema de vacío frente a jeringa, compresor «nunca más de dos minutos», causas de hemólisis, y advertencia sobre la palomilla: «SI SE REALIZA LA EXTRACCIÓN CON PALOMITA, DEBE ALTERARSE EL ORDEN DE LLENADO, COMENZANDO POR EL SUERO DE TAPÓN AMARILLO Y LLENAR DESPUÉS EL CITRATO». hospitalmacarena.es (PDF) ↩ ↩²

10. Banco de Preguntas Preevid, Biblioteca Virtual Murciasalud — Servicio Murciano de Salud, Consejería de Salud, Región de Murcia — Orden de llenado de los tubos de muestras analíticas, 2019. Para una analítica programada sin hemocultivos: bioquímica, citrato, hemograma con EDTA; y advertencia de que el tubo de citrato debe consumir todo su vacío para mantener la proporción anticoagulante/sangre. murciasalud.es ↩

11. Cornes M, van Dongen-Lases E, Grankvist K, Ibarz M, Kristensen G, Lippi G, Nybo M, Simundic AM (EFLM WG-PRE). Order of blood draw: Opinion Paper by the European Federation for Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (EFLM) Working Group for the Preanalytical Phase (WG-PRE). Clin Chem Lab Med, 2017;55(1):27-31. PubMed · DOI ↩ ↩²

12. Bazzano G, Galazzi A, Giusti GD, Panigada M, Laquintana D. The Order of Draw during Blood Collection: A Systematic Literature Review. Int J Environ Res Public Health, 2021;18(4):1568. Con sistema cerrado el efecto del orden es despreciable; con sistema abierto, la recomendación se mantiene. PubMed · DOI ↩ ↩²

13. Simundic AM, Bölenius K, Cadamuro J, et al. (EFLM WG-PRE y COLABIOCLI WG-PRE-LATAM; M. Ibarz, Hospital Universitario Arnau de Vilanova, Lleida). Joint EFLM-COLABIOCLI Recommendation for venous blood sampling. Clin Chem Lab Med, 2018;56(12):2015-2038. Aplica al sistema cerrado de extracción. PubMed · DOI ↩

14. Bonetti G, Carta M, Montagnana M, Lo Cascio C, Bonfigli AR, Mosca A, Testa R. Effectiveness of citrate buffer-fluoride mixture in Terumo tubes as an inhibitor of in vitro glycolysis. Biochem Med (Zagreb), 2016;26(1):68-76. «NaF alone does not allow immediate glycolysis inhibition»; los tubos con tampón de citrato mantienen la glucosa estable hasta 4 h a temperatura ambiente. PubMed · DOI ↩